Dermatophyten-Diagnostik

Anne-Marie Ksoll und Bernhard Sorhage

Zusammenfassung
Krankheiten, die durch Pilze hervorgerufen werden, nehmen in der medizinischen Praxis einen immer breiteren Raum ein. In diesem Beitrag sollen daher dem Arzt Grundkenntnisse über die Methoden der medizinisch-mykologischen Laboratoriumsdiagnostik (insbesondere über die Gewinnung des Untersuchungsmaterials, die Herstellung und Beurteilung von mikroskopischen Nativpräparaten, die Anzüchtung von Pilzen auf künstlichem Nährböden) vermittelt und die unterschiedlichen kulturellen Wachstumsformen sowie die jeweiligen mikroskopischen Erscheinungsbilder der medizinisch wichtigsten Dermatophyten kurz beschrieben und optisch dargestellt werden.

Summary
Diseases caused by fungi assume an everbroader space in medical practice. This article and the ones to follow are designed to give doctors basic information on the methods of medical-mycological laboratory diagnostics (especially on how examination material is obtained, how microscopic native preparations are produced and evaluated, and on the growing of fungi on artificial cultures). They also give a brief description and illustration of the different cultural growth forms as well as the respective microscopic images of skin fungi that are most significant in medical terms.

Gewinnung des Untersuchungsmaterials
Die Erfolgsquote bei der Beurteilung von Nativpräparaten sowie der Anzüchtung, Isolierung und Identifizierung von Pilzen steht in direktem Zusammenhang zur richtigen Materialentnahme.

Die Gewinnung des Untersuchungsmaterials, die durch eine sehr gründliche mechanische und chemische Oberflächenreinigung mithilfe von sterilen Mulltupfern und 70%igem Ethyl- oder Isopropylalkohol eingeleitet wird (sog. Pilzherd-Toilette nach Rieth ), ist jeweils von dem Untersuchungsort des mykoseverdächtigen Krankheitsherdes abhängig.

Hautschuppen
Die pilzverdächtigen Hautareale werden mit einem Alkoholtupfer von oberflächlichen Auflagerungen (Anflugkeimen, Krustenbildung und Schmutz) weitgehend gereinigt. Anschließend werden ca. 40-50 Hautschuppen (etwa 1mm kleine Teilchen) mit einem stumpfen Skalpell aus der Peripherie des Herdes entnommen. "In dieser Zone lebhaften Pilzwachstums findet man junges Mycel, das sich im Präparat besonders gut darstellen lässt." ( Seeliger u. Heymer, S. 14)

Abb 1: Subunguale Nagelpilzinfektion	Abb 2: Oberflächliche Nagelpilzinfektion

Nagelmaterial
Man unterscheidet die subunguale und die oberflächliche Nagelpilzinfektion. Beim subungualen Typ (Abb 1) werden Nagelspäne nach sorgfältiger Oberflächenreinigung und Entfernung der leicht ablösbaren, bröckeligen sowie grob veränderten Nagelanteile aus der Tiefe des Nagelbetts (mit Brocque'-scher Kürette, scharfem Löffel oder Skalpell) herausgelöst.

Beim oberflächlichen Typ (Abb 2) sind Nagelspäne von der Nageloberfläche zu gewinnen.

Die Entnahme des Untersuchungsmaterials (mindestens 20 kleine Nagelteilchen) sollte an Stellen erfolgen, wo krankes Gewebe unmittelbar an gesundes Gewebe anschließt.

Haare
Bei Verdacht auf Pilzbefall von Kopf- oder Körperhaaren werden nach sorgfältiger Reinigung der mykoseverdächtigen Areale etwa 20-30 Haarstümpfe einzeln und sehr vorsichtig mittels einer
Epilationspinzette vom Rande der Herde ausgezupft; Haare nicht mit der Schere herausschneiden.

Mikroskopische Direktuntersuchung
Für die mikroskopische Direktuntersuchung muss das Nativmaterial entsprechend vorbehandelt werden.

Die Aufbereitung des Materials erfolgt mit 10%-, 15%- oder 20%-iger Kalilauge, die eine weitgehende Mazeration der keratinhaltigen Proben sowie eine Aufhellung der Pilzelemente bewirkt. Nach einer Einwirkungszeit von etwa 30 bis 60 Min. in der sog. "feuchten Kammer" sind die Pilzfäden und Sporen in den Hautschuppen, Nagelspänen und Haaren infolge Auflösung der Hornsubstanz viel besser zu erkennen.

Zur raschen Orientierung in der Praxis empfiehlt es sich, an Stelle der Kalilauge eine 10%-ige Tetraethylammoniumhydroxyd-(TEAH-)Lösung zu verwenden. Durch diese Lösung wird der
Mazerationsvorgang wesentlich beschleunigt, und die Pilzelemente können in der Regel schon nach wenigen Minuten im Nativpräparat nachgewiesen werden.

Abb 3: Hyphen im Nativpräparat (stark vergrößert)	Abb 4: Mosaikfungi im Nativpräparat (stark vergrößert)

Die Nativpräparate werden zunächst bei 10facher Objektivvergrößerung durchmustert. Findet man eine suspekte Stelle, so ist anschließend eine Untersuchung bei 40facher Objektivvergrößerung angezeigt.

In der parasitären Phase ist das Erscheinungsbild im Gegensatz zur saprophytären (conidialen) Phase extrem vereinfacht und die mikroskopische Beurteilung von Nativpräparaten beschränkt sich ausschließlich auf den Nachweis von Pilzfäden (Abb 3) und Sporen.

In den Nativpräparaten findet man relativ häufig als chemisches Reaktionsprodukt infolge KOH- oder TEAH-Einwirkung sog. "Mosaikfungi" (Abb 4). Diese hyphenähnlichen Artefakte können von "Ungeübten" gelegentlich mit echtem Mycel verwechselt werden.

Das Nativpräparat sagt nichts über die Pilzart aus. Gewisse Anhaltspunkte erlaubt lediglich das Wachstum auf Haaren, das endotrich (= im Haar) oder ektotrich (= auf dem Haar) sein kann.

Zur genauen Differenzierung benötigt man Kulturen auf speziellen Nährböden. Die Anzüchtung erfolgt auf festen (Schrägagar-, Reagenzglas- und Petrischalen-Kulturen) oder flüssigen Nährböden, die eine ausreichende Versorgung mit organisch gebundenem Kohlenstoff und Stickstoff garantieren.

Pilznährböden
Der Kimmig-Agar ist ein mykologischer Universal-Nährboden, der ein sehr gutes Wachstum aller Dermatophyten, Hefen (ausgenommen der Pityrosporum-Arten) und Schimmelpilze ermöglicht.

Durch den geringen Glucose-Gehalt wird die Bildung charakteristischer Mikrostrukturen der meisten humanpathogenen Pilze stimuliert.

Der Sabouraud -Glucose-Agar enthält bis zu 4% Glucose und wird ebenfalls sehr häufig für die Anzüchtung, Isolierung und Identifizierung der Pilze verwendet.

Dieser Nährboden fördert auf Grund seines relativ hohen Kohlenhydratanteils die charakteristische Pigmentbildung sowie das Wachstum der Pilze.

Der Sabouraud -Pepton-Agar (milieu de conservation) ermöglicht das Aufbewahren der Kulturen über einen längeren Zeitraum und eignet sich infolgedessen insbesondere für die Anlegung einer Mykothek.

Der Selektivagar für pathogene Pilze hemmt das Wachstum zahlreicher Begleitkeime (Schimmel- und Hefepilze sowie Bakterien) und sollte bei Verdacht auf starke Verunreinigung des Untersuchungsmaterials parallel zu einem hemmstofffreien Nährboden (z.B. Kimmig- oder Sabouraud -Glucose 2%-Agar) mitbeimpft werden.

CAVE!
Durch Cycloheximid in den Selektivnährböden kann auch das Wachstum einer Reihe fakultativ-pathogener Pilze z.B. Candida (C.) glabrata, C. krusei, C. parapsilosis, C. tropicalis, Cryptococcus
neoformans, Trichosporon cutaneum und Aspergillus fumigatus gehemmt werden.

Der Dermatophyten-Selektivagar nach Taplin enthält einen Indikator-Farbstoff, der durch intensive Rotfärbung des Agars auf die Anwesenheit eines Dermatophyten hinweist. Dieser Selektiv-
Nährboden ist jedoch nicht absolut dermatophytenspezifisch. Einige keratinophile Schimmelpilze, wie z.B. Scopulariopsis- und Chrysosporiumarten, können ebenfalls einen Farbumschlag des Indikators bewirken.

Anlegen der Kulturen
Das Nativmaterial wird mittels steriler Öse oder sterilem Impf-Haken Stück für Stück einzeln auf die Agarplatte in einer Petrischale verteilt und leicht eingedrückt, damit es guten Kontakt zum Nährboden hat.

Es sind etwa 20-30 Hautschuppen oder 10-20 kleine Nagelteilchen zu inokulieren und mindestens 10 Haarstümpfe sorgfältig in den Agar einzubetten. Auf Schrägagar wird das Nativmaterial an 5-6 Stellen im Winkel zwischen Agar und Glaswand sowie in der Agarmitte verimpft.

Es empfiehlt sich, von jedem Patienten vier Schrägagar- oder zwei Platten-Kulturen anzulegen. Wird jeweils nur ein Röhrchen oder eine Petrischale beimpft, so besteht die Gefahr falsch negativer
Untersuchungsergebnisse.

Um eine Kontamination durch Luftkeime zu vermeiden, werden die beimpften Kulturplatten mit dem Deckel nach oben bebrütet.

In der Praxis hat es sich bewährt, die in den Kulturen wachsenden Pilze makroskopisch grob orientierend in 1. Dermatophyten (D), 2. Hefen (H) und 3. Schimmelpilze (S) einzuteilen.

Die Dermatophyten zeichnen sich immer (ebenso wie die Schimmelpilze) durch Bildung von Luftmycel aus und sind in der Regel nach 1-3 Wochen Bebrütung bei Zimmertemperatur von 20-25°C zu identifizieren.

Identifizierung der Dermatophyten
Die Bestimmung der Dermatophyten erfolgt auf Grund einer Vielzahl charakteristischer makromorphologischer sowie vor allem gattungs- und artspezifischer mikromorphologischer Merkmale.

Von diagnostischer Bedeutung sind Koloniengröße, -form (Oberflächenstruktur, Faltenbildung, Randbeschaffenheit) und -farbe (Ober- und Unterseite). Entscheidend für die Abgrenzung (Differenzierung) der Dermatophyten sind jedoch vor allem die Makro- und Mikroconidien, ferner Sonderformen des Mycels (Spiral-, Tennisschläger-, "Kammzinken"- und Bambushyphen,
"Geweih- und Kronleuchterformen") sowie Chlamydosporen.

Die gattungs- und artspezifischen Mikrostrukturen werden in der saprophytären Phase (in vitro) gebildet, die oft durch eine Fülle charakteristischer Formelemente gekennzeichnet ist.

Entsprechend der Form der Makroconidien unterscheidet man drei Dermatophytengattungen:

1. Gattung Trichophyton
Makroconidien glatt- und überwiegend dünnwandig, 3- bis 8-zellig, von zylindrischer, länglicher, manchmal gedrungener, gewulsteter oder unregelmäßiger Form.

Mikroconidien entlang den Hyphen (Akladiumform) oder in Trauben (Botrytisform), rundlich bis keulenförmig, meist sehr zahlreich.

2. Gattung Epider mophyton
Makroconidien glatt- und dünnwandig, 2- bis 4-zellig, keulenförmig, einzeln entlang den Hyphen angeordnet oder in Büscheln stehend. Es werden keine Mikroconidien gebildet.

3. Gattung Microsporum
Makroconidien zumeist rauh- und -dickwandig, 4- bis 10-zellig (bei Microsporum nanum jedoch nur 1- bis 3-zellig), spindelförmig oder ellipsoid.

Mikroconidien entlang den Hyphen, gelegentlich auch in Traubenform, oval, birnen- oder keulenförmig.

Die Dermatophyten sind durch das gemeinsame Merkmal der Keratinophilie (Bevorzugung der Hornsubstanz) gekennzeichnet und verursachen nur Pilzerkrankungen der Haut, der Haare und
der Nägel, die als Dermatophytosen bezeichnet werden.

Der Lebenszyklus einer Reihe von Dermatophyten läuft in zwei verschiedenen Phasen ab. Man unterscheidet eine imperfekte (unvollkommene, vegetative bzw. conidiale) Form und eine perfekte (vollkommene bzw. ascogene) Form mit sexueller Fortpflanzung, die für die Einordnung der Pilze in das Ordnungssystem ausschlaggebend ist.

Nach ihrer ökologischen Herkunft werden geophile, zoophile und anthropophile Dermatophyten unterschieden.

Gattung Trichophyton
In dieser Gattung sind 22 Arten, darunter die im westlichen Europa am häufigsten vorkommenden Dermatophyten, Trichophyton rubrum, Trichophyton interdigitale und Trichophyton mentagrophytes zusammengefasst.

Abb 5: Trichophyton ajelloi auf Sabouraud - Glucose-Agar. 15 Tage alte Drillingskultur mit flacher, pudrig-körniger Oberfläche	Abb 6: Makroconidien von Trichophyton ajelloi (stark vergrößert)

Trichophyton ajelloi

Perfektes Stadium:
Arthroderma uncinatum

Makrokultur
Oberseite: gelb, gelbbraun, orangebraun oder braun, mit flacher, samtiger bis staubig-gipsiger Oberfläche (Abb 5). Unterseite: rotviolett

Mikrokultur
Mikroskopisch charakteristisch für diese Pilzart sind zahlreiche, relativ lange, dickwandige, zylindrisch-spindelförmige, 4 bis 9fach septierte Makroconidien (Abb 6).

Mikroconidien sind zumeist selten, oval bis birnenförmig gestreckt und in Akladiumform angeordnet.

Abb 7: Trichophyton interdigitale auf Sabouraud -Glucose-Agar. 17 Tage alte, weiße Monokultur mit flaumig-samtiger Oberfläche	Abb 8: Spiralhyphen und Mikroconidien von Trichophyton interdigitale (stark vergrößert)

Trichophyton interdigitale

Makrokultur
Oberseite: weiß, von samtiger, flaumigflockiger oder watteähnlicher Konsistenz (Abb 7). Unterseite: hellbraun bis rotbraun; auch ohne Pigment.

Mikrokultur
Makroconidien sind sehr selten, dünnwandig, zylindrisch-keulenförmig und 2 bis 4fach septiert.

Mikroconidien sind vereinzelt bis reichlich vorhanden, rundlich, oval oder birnenförmig, überwiegend lateral entlang den Hyphen angeordnet, seltener traubenartig in Haufen vorkommend. Spiralhyphen werden gelegentlich in älteren Kulturen gebildet (Abb 8).

Abb 9: 25 Tage alte Primärkultur von Trichophyton mentagrophytes auf Sabouraud -Maltose-Agar	Abb 10: Mikroconidien, Spiralhyphen und Chlamydosporen von Trichophyton mentagrophytes (Ölimmersion)

Trichophyton mentagrophytes

Perfekte Stadien:
- Arthroderma benhamiae
- Arthroderma vanbreuseghemii

Makrokultur
Oberseite: weißlich-cremefarben, mit flacher, fein- bis grobkörniger Oberfläche (Abb 9). Unterseite: hellbraun bis braunrot.

Mikrokultur
Makroconidien sind selten, dünnwandig, zylindrisch-keulenförmig und 3- bis 5-zellig.
Mikroconidien sind sehr zahlreich, rundlich bis piriform und zumeist in Botrytisform angeordnet.
Typisch für diese Pilzart ist vor allem das häufige Vorkommen von Spiralhyphen (Abb 10).

Abb 11: Trichophyton mentagrophytes var. asteroides auf Sabouraud -Glucose-Agar. 19 Tage alte, weiße Reinkultur mit pudrigkörniger Oberfläche und sternförmig auslaufenden peripheren Hyphenbündeln	Abb 12: Makroconidie von Trichophyton mentagrophytes var. asteroides (stark vergrößert)

Trichophyton mentagrophytes
var. asteroides*

Makrokultur
Oberseite: weiß, mit flachem, pudrigkörnigem Mycelgeflecht und sternförmig auslaufenden Hyphenbündeln (Abb 11). Unterseite: anfangs gelblich, später kupferrot bis rotbraun.

Mikrokultur
Makroconidien sind je nach Stamm in unterschiedlicher Anzahl vorhanden, dünnwandig, zylinderförmig, mit mehr oder weniger spitz zulaufenden Enden; die Zahl der Kammern schwankt zwischen 4 und 7 (Abb 12).

Mikroconidien sind reichlich vorhanden, überwiegend rundlich, entlang den Hyphen oder in Traubenform angeordnet. Spiralhyphen werden vor allem in älteren Kulturen sehr zahlreich gebildet.

* Trichophyton mentagrophytes var. asteroides wurde mit Trichophyton mentagrophytes zusammengelegt.

Trichophyton mentagrophytes
var. quinckeanum

Makrokultur
Oberseite: weiß, von flaumiger oder pudrig-samtiger Konsistenz. Die Primärkulturen sind meist durch eine ausgeprägte Oberflächenfaltung gekennzeichnet (Abb 13). Unterseite: anfangs tief gelb, später orange bis braun.

Abb 13: Trichophyton mentagrophytes var. guinckeanum auf auf Kimmig-Agar. 12 Tage alte, radiär gefurchte Drillingskultur mit weißer, pudrig-samtiger, dichter Oberfläche	Abb 14: Makro- und Mikroconidien von Trichophyton mentagrophytes var quinckeanum (stark vergrößert).

Mikrokultur
Makroconidien sind selten, dünnwandig, zylinderförmig, mit abgerundeten oder spitz zulaufenden Enden und 4- bis 6-zellig.

"Fadenförmige Mycelfortsätze sind typisch für diese Variante." (Seeliger u. Heymer, S. 14)

Mikroconidien sind zahlreich, rund, oval, birnenförmig oder länglich und vorwiegend in Akladiumform angeordnet (Abb 14).

Trichophyton rubrum

Makrokultur
Oberseite: weißflaumig, mit hutförmig erhabenem Zentrum und breitem, flachem Rand (Abb 15). Unterseite: gelbrot bis rotbraun; manchmal mit ringförmig auftretendem Pigment (Abb 16).

Abb 15: 23 Tage alte Primärkultur von Trichophyton rubrum auf Sabouraud -Maltose-Agar	Abb 16: Kulturunterseite von Trichophyton rubrum	Abb 17: Mikroconidien von Trichophyton rubrum (Ölimmersion)

Mikrokultur
Makroconidien fehlen (Ausnahme: granulöse Varianten). Mikroconidien sind zumeist selten, birnen-
oder zapfenförmig und in Akladiumform angeordnet (Abb 17).

Trichophyton schoenleinii

Makrokultur
Oberseite: grau-weiß, vielfältig gewunden, radiär ausstrahlend, glatt, wachsartig oder mit sehr feinem Flaum bedeckt (Abb 18). Unterseite: weiß bis hellbraun.

Abb 18: Trichophyton schoenleinii auf Kimmig-Agar. 32 Tage alte, weißliche, tief gefurchte und gefaltete Monokultur mit wachsartiger Oberfläche	Abb 19: Dichotome Hyphenverzweigung von Trichophyton schoenlleinii (stark vergrößert)

Mikrokultur
Makrokonidien fehlen in der Regel. Mikroconidien sind sehr selten, 1-, 2- und 3-zellig; man erhält sie auf feuchten Reiskörnern (vgl. Seeliger u. Heymer , S. 140). Diagnostisch wegweisend sind dichotome Verzweigungen (Abb 19), "Geweih- und Kronleuchter"- Hyphen sowie terminale und intercalare Chlamydosporen.

Abb 20: Trichophyton soudanense auf Kimmig-Agar. 30 Tage alte, flache Drillingskultur mit strahlenförmigem Randsaum	Abb 21: Gegenläufig wachsende Seitenhyphen von Trichophyton soudanense (stark vergrößert)

Trichophyton soudanense *

Makrokultur
Oberseite: intensiv gelb oder aprikosenfarben, mit knopfartigem Zentrum und dichter, samtähnlicher, gefurchter Oberfläche. Der Kolonienrand ist von sehr feinen, strahlenförmig auslaufenden Hyphenbündeln umgeben (Abb 20). Unterseite: weißgelb bis karottenrot.

Mikrokultur
Makroconidien fehlen. Mikroconidien sind selten, 1- und 2-zellig, überwiegend birnenförmig und in Akladiumform angeordnet.

Charakteristische Mikrostrukturen sind Hyphen mit gegenläufigen Seitenverzweigungen (Crossing-Over- Phänomen) (Abb 21).

Typisch für diese Pilzart ist außerdem das zahlreiche Vorkommen von Chlamydosporen und ein frühzeitiger Zerfall der Hyphen in Arthrosporen.

*Trichophyton soudanense wurde mit Tr. violacceum zusammengelegt

Trichophyton terrestre

Perfekte Stadien:
- Arthroderma quadrifidium
- Arthroderma lenticularum
- Arthroderma insigulare

Abb 22: Trichophyton terrestre auf Kimmig- Agar. 7 Tage alte, weiße Drillingskultur mit grobkörniger bis gipsiger Oberfläche	Abb 23: Makroconidien, 2- und 3-zellige Intermediärformen und Mikroconidien von Trichophyton terrestre (stark vergößert; Ölimmersion)

Trichophyton terrestre ist ein weltweit verbreiterter, nahezu apathogener Dermatophyt.

Makrokultur
Oberseite: weißlich-cremefarben, mit feinkörniger bis gipsiger Oberfläche, die stellenweise von zartem Flaum überzogen wird (Abb 22).

Intensiver, charakteristischer Geruch. Unterseite: beige, manchmal gelbbraun bis rotbraun.

Mikrokultur
Typisch für diese Pilzart sind zahlreiche birnenförmige bis längliche, in Akladiumform angeordnete Mikroconidien, die kontinuierlich über 2- und 3-zellige Intermediärformen in mehrfach septierte (4- bis 6-kammerige), dünnwandige, meist zylindrisch-keulenförmige Makroconidien übergehen (Abb 23).

Andere charakteristische Mikrostrukturen, wie Spiralhyphen und Chlamydosporen, werden gelegentlich gebildet.

Trichophyton tonsurans

Makrokultur
Oberseite: am häufigsten weißlich, cremefarben oder schwefelgelb, mit zentraler zerklüfteter Delle und kurzflaumiger, samt- oder wildlederähnlicher Oberfläche (Abb 24). Unterseite: rötlichbraun, braun oder mahagonifarben.

Trichophyton tonsurans tritt in vier verschiedenen Varianten auf, nämlich "crateriforme", "sabouraudii", "epilans" und "sulfureum".

Abb 24: Trichophyton tonsurans auf Sabouraud-Glucose-Agar. 27 Tage alte Drillingskultur mit beigefarbener, pudriger Oberfläche und abgesetztem, hellbraunem Randsaum.	Abb 25: Makroconidie von Trichophyton tonsurans (Ölimmersion)	Abb 26: Chlamydosporen von Trichophyton tonsurans (Ölimmersion)

Mikrokultur
Makroconidien sind selten, dünnwandig überwiegend zylindrisch-keulenförmig und 2- bis 4-, selten bis 9-zellig (Abb 25).

Mikroconidien sind sehr zahlreich, von unterschiedlicher Form (z.T. gestielt) und Größe, lateral entlang den Hyphen oder in einfacher Traubenform angeordnet.

Chlamydosporen (Abb 26) und Spiralhyphen werden ebenfalls gebildet und sind je nach Stamm und Alter der Pilzkultur in unterschiedlicher Anzahl vorhanden.

Abb 27: Trichophyton verrucosum auf Kimmig- Agar. 36 Tage alte, weißlich-cremefarbene, in der Peripherie leicht bräunliche Monokultur mit samtiger, gefurchter Oberfläche	Abb 28: Arthrosporen-Hyphe von Trichophyton verrucosum (stark vergrößert)

Trichophyton verrucosum

Makrokultur
Oberseite: weiß bis ockerfarben, von fester Konsistenz, gefaltet, warzenartig oder scheibchenförmig, mit fast glatter Oberfläche (Abb 27). Unterseite: farblos

Mikrokultur
Makro- und Mikroconidien fehlen in der Regel. Die Bildung von Mikroconidien kann auf thiaminhaltigem Nährboden stimuliert werden. Typisch für diese Pilzart sind Arthrosporen-Hyphen (Abb 28) sowie terminale und intercalare Chlamydosporen, die vor allem in älteren Kulturen sehr zahlreich gebildet werden.

Trichophyton violaceum

Abb 29: Trichophyton violaceum auf Kimmig-Agar. 31 Tage alte Monokultur mit kurzflaumiger, gefalteter Oberfläche	Abb 30: Chlamydosporen von Trichophyton violaceum (stark vergrößert)

Makrokultur
Oberseite: rotviolett, rosa, gelegentlich auch weiß, mit wachs- oder samtähnlichem, bei pleomorphen Kulturen weißflaumigem, stark gefaltetem Mycelgeflecht (Abb 29). Unterseite: dunkelviolett.

Mikrokultur
Makroconidien sind sehr selten, dünnwandig, von unterschiedlicher Form und Größe; die Zahl der Kammern schwankt zwischen 3 und 5.

"Mikroconidien sind selten, gelegentlich sind sie auf Trypsin- bzw. Thiaminangereichertem Sabouraud -Dextrose-Agar zu finden." (Seeliger u. Heymer, S. 14)

Terminale und intercalare, dickwandige Chlamydosporen sind vor allem in älteren Kulturen sehr zahlreich vorhanden (Abb 30).

Gattung Epidermophyton

Epidermophyton floccosum

Epidermophyton floccosum ist die einzige humanpathogene Pilzart dieser Gattung.

Makrokultur
Oberseite: ocker bis olivfarben, nach 1-2 Wochen treten jedoch weiße, pleomorphe Flöckchen (flaumige Degeneration) auf der feinfransigen, samt- oder wildlederähnlichen, zentral gefalteten Oberfläche auf (Abb 31). Unterseite: beige-braun.

Abb 31: Epidermophyton floccosum mit kleinen, pleomorphen Flaumflöckchen und Scopulariopsis brevicaulis auf Sabouraud -Maltose-Agar	Abb 32: Makroconidie von Epidermophyton floccosum (stark vergrößert)	Abb 33: Chlamydosporen von Epidermophyton floccosum (stark vergrößert)

Mikrokultur
Makroconidien sind selten bis zahlreich, glatt- und dünnwandig, keulenförmig, 2- bis 4-zellig, einzeln oder in Haufen vorkommend (Abb 32). Mikroconidien sind nicht vorhanden. Chlamydosporen werden sowohl terminal als auch intercalar, vor allem in älteren Kulturen auffällig häufig gebildet (Abb 33).

Gattung Microsporum
Die Gattung Microsporum umfasst 15 Arten. Von humanmedizinischer Bedeutung sind insbesondere Microsproum canis, Microsporum audouinii und Microsporum gypseum.

Abb 34: Microsporum audouinii auf Kimmig-Agar. 9 Tage alte, weiße Drillingskultur mit lockerem, watteähnlichem Luftmycel	Abb 35: Endständig gebildete Chlamydospore von Microsporum audouinii (stark vergrößert)

Microsporum audouinii

Makrokultur
Oberseite: weiß bis weißbräunlich, von samtiger, feinflaumiger oder watteähnlicher Konsistenz und manchmal angedeutetem radiärfaltigem Oberflächenprofil (Abb 34). Unterseite: beige, orange oder rötlichbraun.

Mikrokultur
Makroconidien sind selten, dick- und rauhwandig, unregelmäßig spindelförmig und 1 bis 7fach septiert. Mikroconidien sind ebenfalls selten, keulenförmig und in Akladiumform angeordnet.

Diagnostisch wegweisend für diese Pilzart sind Tennisschläger- und "Kammzinken"- Hyphen sowie vor allem zahlreiche, überwiegend terminal gebildete Chlamydosporen (Abb 35).

Abb 36: Microsporum canis auf Sabouraud-Glucose-Agar. 14 Tage alte, gelblichweiße Reinkultur mit strahlenförmig auslaufenden Hyphenbündeln	Abb 37: Makroconidien von Microsporum canis

Microsporum canis

Perfektes Stadium:
- Nannizzia otae

Makrokultur
Oberseite: weiß bis orange-gelb, mit flaumig-wolliger, feinstrahliger, im Zentrum etwas dichterer Oberfläche (Abb 36). Unterseite: gelb, gelbbraun oder orange.

Mikrokultur
Makroconidien sind je nach Stamm in unterschiedlicher Anzahl vorhanden, dick- und rauhwandig, spindelförmig und 4 bis 9fach septiert (Abb 37).

Mikroconidien sind selten, birnen- oder keulenförmig und in Akladiumform angeordnet.

Abb 38: Microsporum cookei auf Kimming-Agar. 13 Tage alte, weißlich-cremefarbene Drillingskultur mit pudrig-körniger Oberfläche und feinstrahligem, schmalem Randsaum	Abb 39: Makroconidien von Microsporum cookei (stark vergrößert)

Microsporum cookei

Perfektes Stadium:
- Nannizzia cajetana

Makrokultur
Oberseite: weißlich-cremefarben bis hellgelb mit flacher, pudrig-körniger Oberfläche und schmalem, feinstrahligem, oft rötlich pigmentiertem Randsaum (Abb 38). Unterseite: gelb, gelbbraun oder purpurrot.

Mikrokultur
Microsporum cookei bildet zahlreiche dick- und rauhwandige gedrungen wirkende, spindelförmige, meist 5- bis 7-, selten 10-zellige Makroconidien (Abb 39).

Mikroconidien sind in unterschiedlicher Anzahl vorhanden, oval bis birnenförmig und in Akladiumform angeordnet.

Perfekte Stadien:
- Nannizzia fulva
- Nannizzia incurvata
- Nannizzia gypsea

Abb 40: Microsporum gypseum auf Kimmig-Agar. 13 Tage alte Monokultur mit kleinem Impfkegel und pudrig-samtiger Oberfläche	Abb 41: Kulturunterseite von Microsporum gypseurn	Abb 42: Makroconidien von Microsporum gypseum (stark vergrößert)

Makrokultur
Oberseite: weißgelb, sandfarben oder zimtbraun, mit flacher, anfangs leicht flaumiger, später jedoch pudrig-körniger bis gipsiger Oberfläche (Abb 40). Unterseite: gelblich bis rotbraun (Abb 41).

Mikrokultur
Typisch für diese Pilzart sind auffällig viele, sehr breite, dünn- und überwiegend rauhwandige, spindelförmige, 4 bis 6-zellige Makroconidien, die oft büschelförmig zusammenstehen
(Abb 42).

Mikroconidien sind selten, oval bis birnenförmig und in Akladiumform angeordnet.

Abb 43: Microsporum nanum auf Kimmig-Agar. 19 Tage alte, weiße Monokultur mit pudriger Oberfläche	Abb 44: Makroconidien von Microsporum nanum (stark vergrößert).

Mikrosporum nanum

Perfektes Stadium:
- Nannizzia obtusa

Makrokultur
Oberseite: weiß, manchmal auch hellgelb bis ockergelb, von feinflaumiger bis pudrig-körniger Konsistenz (Abb 43).

Der Kulturhabitus ist dem von Microsporum gypseum sehr ähnlich. Unterseite: orange bis rotbraun

Mikrokultur
Mikroskopisch charakteristisch für diese Pilzart sind zahlreiche, rauhwandige, relativ kleine, ovale, 1- bis 3-zellige Makroconidien (Abb 44).

Mikroconidien sind selten, birnen- oder keulenförmig und in Akladiumform angeordnet.

Besonderer Dank gebührt Herrn A.Weidner , Fotograf am Bw.-Zentralkrankenkhaus KOBLENZ, für die Aufnahmen der Pilzkulturen der in diesem Beitrag beschriebenen Dermatophyten.

Mit freundlicher Nachdruckgenehmigung der Wehrmedizinischen Monatsschrift 51 (2007), Heft 8/2007

Anne-Marie Ksoll, Fachlehrerin und Fach-MTA, Dr. med. Bernhard Sorhage, Oberfeldarzt, Bundeswehrzentralkrankenhaus Koblenz, Abteilung III Dermatologie, Venerologie und Allergologie, Rübenacher Str. 170, 56072 Koblenz

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